Nombre científico: Pseudomonas savastanoi pv. savastanoi.
Tipo de agente: Bacteria Gram negativa, anteriormente considerada del complejo Pseudomonas Syringae, actualmente reconocida como especie independiente (Patovar savastanoi).
Síntomas Visibles: Crecimiento de tumores rugosos en ramas y tallos, en menor medida en hojas y frutos.
Principal problema fisiológico: Compresión mecánica de vasos conductores que provoca estrés hídrico local, defoliación, muerte regresiva de ramas y menor vigor, rendimiento y calidad de frutos.
Supervivencia: Sobrevive en la superficie de ramas y hojas y al interior de los nudos.
Entrada: Penetra por heridas provocadas por granizos, heladas, poda e insectos.
Colonización primaria: Al ingresar se multiplica en espacio intracelular produciendo hormonas que generan los nudos.
Diseminación: Lluvia, salpicaduras, viento, herramientas contaminadas y material vegetal infectado.
Condiciones Climáticas adecuadas: Temperaturas entre 5-37°C con un óptimo entre 22-25°C y una humedad relativa alta (>80%)
Nombre científico: Xylella fastidiosa subsp. pauca (ST53)
Tipo de agente: Bacteria Gram negativa, Xilemática (vasos conductores de agua), considerado uno de los patógenos más destructivos a nivel mundial.
Síntomas Visibles: Clorosis y quemadura de hoja, muerte regresiva de ramas y muerte del árbol.
Principal problema fisiológico: Colonización del xilema y formación de biopelículas que obstruyen el flujo de agua provocando estrés hídrico crónico, disminución del vigor, rendimiento y calidad de frutos.
Supervivencia: Persiste dentro del xilema de más de 300 plantas hospederas (Muchas de ellas asintomáticas) y en el intestino de insectos vectores, los cuales actúan como reservorios y puentes epidemiológicos.
Entrada: A través de insectos vectores del género Philaenus y otros cicadélidos que se alimentan a través del xilema.
Colonización primaria: Adherencia a vasos del xilema, agrupación celular de las bacterias y formación de microcolonias, formación de biopelículas y posterior movimiento a través de estos vasos.
Diseminación: Insectos vectores (Principalmente Philaenus spumarious), material vegetal infectado (Plantines o estacas) y hospedantes asintomáticos.
Condiciones Climáticas adecuadas: Temperaturas entre 5-35°C con un óptimo entre 26-28°C, no depende de la humedad relativa al mantenerse en el xilema o intestino del vector.
Nombre científico: Fusicladium oleagineum (Sin: Spilocaea oleagina, Venturia oleaginea).
Tipo de agente: Hongo, Filum Ascomycota, comportamiento anamórfico, Familia Venturiaceae. Patógeno obligado del olivo.
Síntomas Visibles: Manchas circulares oscuras con orilla necrótica (Ojo de pavo), necrosis progresiva, defoliación prematura. Se da ocasionalmente en frutos y pedúnculos.
Principal problema fisiológico: Defoliación que disminuye la superficie fotosintética, reduce reservas de azúcares y baja el vigor, provocando perdidas de cuaja y alternancia productiva (Añerismo).
Supervivencia: Sobrevive en hojas infectadas del árbol y caídas. Sus conidias (Esporas) pueden persistir en ambientes húmedos (Agua libre).
Entrada: Hongo penetra la cutícula permaneciendo entre esta y la pared celular, posteriormente gracias a sus enzimas degrada la epidermis provocando el síntoma característico.
Colonización primaria: El micelio del hongo se establece bajo la cutícula, produciendo nuevas esporas en los tejidos lesionados.
Diseminación: Principalmente por lluvia y/o salpicadura de agua; El viento puede ayudar en distancias cortas.
Condiciones Climáticas adecuadas: Temperaturas entre 5-27 °C con un óptimo entre 15-22 °C y una humedad relativa alta (>85%), siendo esta usualmente por agua libre o rocío prolongado.
Nombre científico: Verticillium Dahliae.
Tipo de agente: Hongo, habitante del suelo, Filum Ascomycota, comportamiento anamórfico, Familia Plectosphaerellaceae. Polífago no obligado.
Síntomas Visibles: Marchitez unilateral, amarillamiento foliar, defoliación, obscurecimiento vascular en madera joven, muerte regresiva de ramas y muerte del árbol.
Principal problema fisiológico: Colonización del xilema (Vaso conductor de agua), produciendo posteriormente conidias (Esporas) e Hifas (Filamentos), que junto con la tilosis (Contricción del xilema) generado por las defensas de la planta ocasionan obstrucción vascular generando el síntoma.
Supervivencia: Sobrevive en su forma de resistencia (Mictoesclerocio) en el suelo en periodos prolongados (Aprox. 10 años) y en restos vegetales infectados.
Entrada: El patógeno penetra a través de la raíz, principalmente por heridas mecánicas o generadas por nemátodos.
Colonización primaria: Crecimiento del hongo en vasos xilemáticos (Conductor de agua) y distribución aprovechando el movimiento de agua hacia la copa.
Diseminación: Por microesclerocios en el suelo, agua de riego contaminada, agua libre contaminada, herramientas agrícolas contaminadas y material vegetal infectado desde vivero.
Condiciones Climáticas adecuadas: Temperaturas entre 10-30 °C con un óptimo de 22-26 °C y una humedad relativa alta (>80%).
Nombre científico: Pseudocercospora cladosporioides (Sin: Cercospora clarosporioides; Mycocentrospora clarosporioides).
Tipo de agente: Hongo, Filum Ascomycota, comportamiento generalmente anamórfico, Familia Mycophaerellaceae. Polífago no obligado.
Síntomas Visibles: Manchas grisáceas en el envés de la hoja que en algunas ocasiones tienen halo amarillento, pueden aparecer puntos verdes o zonas necróticas. Defoliación, reducción de brotación y retraso de madurez de frutos.
Principal problema fisiológico: Hongo coloniza envés de la hoja, formando manchas grises, siendo este el micelio sub cuticular. Esta lesión genera amarillez y necrosis, perdiendo eficiencia y superficie fotosintética. Esto conduce a la defoliación temprana, y a largo plazo menor vigor, retraso en maduración y caída de producción.
Supervivencia: Sobrevive en hojas infectadas (reservorio) en el árbol o las que caen al suelo en la zona sub cuticular y conidias latentes. Inactivo en verano por altas temperaturas y activo en periodos lluviosos de otoño-invierno donde liberan sus conidias.
Entrada: Hongo penetra a través de los estomas.
Colonización primaria: Conidias se establecen la cámara sub estomática, creciendo hacia la zona sub cuticular, se desarrollan conidioforos que emergen de los estomas infectados, produciendo conidias secundarias.
Diseminación: Principalmente por lluvia y/o salpicadura de agua; El viento puede ayudar en distancias cortas. Herramientas contaminadas y restos vegetales infectados.
Condiciones Climáticas adecuadas: Temperaturas entre 4-30 °C con un óptimo entre 18-22 °C y una humedad relativa alta (>85%), siendo esta usualmente por agua libre o rocío prolongado para formación de conidias. Máxima actividad otoño-invierno.
Nombre científico: Olive leaf Yellowing Asociated Virus
Tipo de agente: Virus monocatenario de sentido positivo (++ssRNA), Familia Closteroviridae, Género Olivavirus.
Síntomas Visibles: Amarillez difusa o moteada visible en hojas maduras en haz y envés, clorosis intravenal, necrosis en manchas dispersas, defoliación prematura y disminución del rendimiento.
Principal problema fisiológico: Intervención de la función fotosintética por reducción de clorofila activa (Amarillamiento y clorosis), lo que lleva a la disminución de fotosíntesis en el balance energético de la planta. El amarillamiento y necrosis provoca la defoliación, disminuyendo el área fotosintética y provocando perdida de vigor, menor acumulación de reservas y productividad del olivo.
Supervivencia: Dentro de la planta hospedera, específicamente en el xilema y el floema (Vasos conductores de agua y savía respectivamente).
Entrada: La principal entrada del virus es mediante material vegetal infectado y heridas por poda y portainjertos. Posiblemente por insectos vectores.
Colonización primaria: Tras invadir el árbol por material infectado o trasmisión vegetativa, se establece en los tejidos vasculares, se multiplica en el floema, luego se distribuye a hojas, brotes primarios y raíces. Su multiplicación y movimiento intracelular produce las alteraciones fisiológicas mencionadas.
Diseminación: Su forma más clara de diseminación es por propagación de material vegetal infectado (injertos, estacas o plantas de vivero). Se sospecha de insectos picadores-chupadores del floema, específicamente de las familias Coccidae o Aphididae para su propagación.
Condiciones Climáticas adecuadas: No se han estudiado debido a la naturaleza del agente causal y actualmente se desconocen vectores para verificar la temperatura y humedad relativa óptimos para su sobrevivencia. Sin embargo, existe prevalencia de este virus en zonas mediterráneas y templadas secas.
Bibliografía
Avila, A., Groenewald, J. Z., Trapero, A., & Crous, P. W. (2005). Characterisation and epitypification of “Pseudocercospora cladosporioides, the causal organism of Cercospora leaf spot of olives.” Mycological Research, 109, 881–888. https://doi.org/10.1017/S0953756205003503
Anguita‑Maeso, M., Trapero‑Casas, J. L., Olivares‑García, C., Ruano‑Rosa, D., Palomo‑Ríos, E., Jiménez‑Díaz, R. M., Navas‑Cortés, J. A., & Landa, B. B. (2021). Verticillium dahliae inoculation and in vitro propagation modify the xylem microbiome and disease reaction to Verticillium wilt in a wild olive genotype. Frontiers in Plant Science, 12, 632689. https://doi.org/10.3389/fpls.2021.632689
Bragard, C.; Dehnen‑Schmutz, K.; Di Serio, F.; Gonthier, P.; Jacques, M.-A.; Jaques Miret, J. A.; Fejer Justesen, A.; MacLeod, A.; Magnusson, C. S.; Milonas, P.; Navas‑Cortés, J. A.; Potting, R.; Reignault, P. L.; Thulke, H.-H.; van der Werf, W.; Vicent Civera, A.; Yuen, J.; Zappalà, L.; Boscia, D.; Chapman, D.; Gilioli, G.; Krugner, R.; Mastin, A.; Simonetto, A.; Spotti Lopes, J. R.; White, S.; Cortinas Abrahantes, J.; Delbianco, A.; Maiorano, A.; Mosbach‑Schulz, O.; Stancanelli, G.; Guzzo, M.; Parnell, S. (2019). Update of the Scientific Opinion on the risks to plant health posed by Xylella fastidiosa in the EU territory. EFSA Journal, 17(5), e05665. https://doi.org/10.2903/j.efsa.2019.5665
Buonaurio, R., Almadi, L., Famiani, F., Moretti, C., Agosteo, G. E., & Schena, L. (2023). Olive leaf spot caused by Venturia oleaginea: An updated review. Frontiers in Plant Science, 13, 1061136. https://doi.org/10.3389/fpls.2022.1061136
Caruso, A. G., Bertacca, S., Ragona, A., Agrò, G., Font-San-Ambrosio, M. I., Alfaro-Fernández, A., Sánchez, R. E., Panno, S., & Davino, S. (2023). Detection by sensitive real-time reverse transcription loop-mediated isothermal amplification of Olive Leaf Yellowing–Associated Virus and its incidence in Italy and Spain. Horticulturae, 9(6), 702. https://doi.org/10.3390/horticulturae9060702
Chatterjee, S., Almeida, R. P. P., & Lindow, S. (2008). Living in two worlds: The plant and insect lifestyles of Xylella fastidiosa. Annual Review of Phytopathology, 46, 243–271. https://doi.org/10.1146/annurev.phyto.45.062806.094342
Djelouah, K., Frasheri, D., Valentini, F., D’On’ghia, A. M., & Digiaro, M. (2014). Direct tissue blot immunoassay for detection of Xylella fastidiosa in olive trees. Phytopathologia Mediterranea, 53(3), 559–564. https://doi.org/10.14601/Phytopathol_Mediterr-14603
Giampetruzzi, A., Saponari, M., Loconsole, G., Boscia, D., Savino, V. N., Almeida, R. P. P., Zicca, S., Landa, B. B., Chacón‑Díaz, C., & Saldarelli, P. (2017). Genome‑wide analysis provides evidence on the genetic relatedness of the emergent Xylella fastidiosa genotype in Italy to isolates from Central America. Phytopathology, 107(7), 816–827. https://doi.org/10.1094/PHYTO‑12‑16‑0420‑R
Graniti, A. (1993). Olive scab: a review. EPPO Bulletin, 23(3), 377–384. https://doi.org/10.1111/j.1365-2338.1993.tb01339.x
Habbadi, K., Maafa, I., Benbouazza, A., Aoujil, F., Choukri, H., El Houssaini, S. E. I., & El Bakkali, A. (2023). Differential response of olive cultivars to leaf spot disease (Fusicladium oleagineum) under climate warming conditions in Morocco. Horticulturae, 9(5), 589. https://doi.org/10.3390/horticulturae9050589
Inderbitzin, P., & Subbarao, K. V. (2014). Verticillium systematics and evolution: how confusion impedes Verticillium wilt management and how to resolve it. Phytopathology, 104(6), 564–574. https://doi.org/10.1094/PHYTO-11-13-0315-IA
Jiménez-Díaz, R. M., Cirulli, M., Bubici, G., Jiménez-Gasco, M. M., Antoniou, P. P., & Tjamos, E. C. (2012). Verticillium wilt, a major threat to olive production: current status and future prospects for its management. Plant Disease, 96(3), 304–329. https://doi.org/10.1094/PDIS-06-11-0496
Katsiani, A., Panailidou, P., Mathioudakis, M., Katis, N., & Maliogka, V. I. (2022). Identification and complete genome sequencing of a divergent olive virus T isolate and an olive leaf yellowing-associated virus isolate naturally infecting olive trees in Greece. Virus Genes, 58(6), 560–569. https://doi.org/10.1007/s11262-022-01934-4
Košćak, L., Lamovšek, J., Lukić, M., Kovačević, T. K., Đermić, E., Goreta Ban, S., Major, N., & Godena, S. (2024). Varietal susceptibility of olive to Pseudomonas savastanoi pv. savastanoi and the antibacterial potential of plant-based agents. Microorganisms, 12(7), 1301. https://doi.org/10.3390/microorganisms12071301
López-Escudero, F. J., & Blanco-López, M. A. (2010). Olive tree resistance to Verticillium dahliae: A review. Plant and Soil, 341(1–2), 17–35. https://doi.org/10.1007/s11104-010-0629-2
Martelli, G. P. (2016). An overview on olive viruses. Journal of Plant Pathology, 98(2), 159–168. https://doi.org/10.4454/jpp.v98i2.3512
Martelli, G. P., Boscia, D., Porcelli, F., & Saponari, M. (2016). The olive quick decline syndrome in south-east Italy: A threatening phytosanitary emergency. European Journal of Plant Pathology, 144(2), 235–243. https://doi.org/10.1007/s10658-015-0784-7
Navrozidis, I., Pantazi, X. E., Lagopodi, A., Bochtis, D., & Alexandridis, T. K. (2023). Application of Machine Learning for Disease Detection Tasks in Olive Trees Using Hyperspectral Data. Remote Sensing, 15(24), 5683. https://doi.org/10.3390/rs15245683
Quesada, J. M., Penyalver, R., & López, M. M. (2012). Epidemiology and control of plant diseases caused by phytopathogenic bacteria: The case of olive knot disease caused by Pseudomonas savastanoi pv. savastanoi. En C. J. Cumagun (Ed.), Plant Pathology (pp. 299–326). InTech.
Protta, U. (1995). Olive knot disease epidemiology. Olivicoltura e Olio d’Oliva, 17, 33–41.
Ramos, C., Matas, I. M., Bardaji, L., & Murillo, J. (2012). Pseudomonas savastanoi pv. savastanoi: Some like it knot. Molecular Plant Pathology, 13(9), 998–1009. https://doi.org/10.1111/j.1364-3703.2012.00812.x
Romero, J., Ávila, A., Agustí‑Brisach, C., Roca, L. F., & Trapero, A. (2020). Evaluation of fungicides and management strategies against Cercospora leaf spot of olive caused by Pseudocercospora cladosporioides. Agronomy, 10(2), 271. https://doi.org/10.3390/agronomy10020271
Ruiz-García, A. B., Candresse, T., Canales, C., Morán, F., Machado de Oliveira, C., Bertolini, E., & Olmos, A. (2020). Molecular characterization of the complete coding sequence of olive leaf yellowing-associated virus. Plants, 9(10), 1272. https://doi.org/10.3390/plants9101272
Ruiz‑García, A. B., Candresse, T., Malagón, J., Ruiz‑Torres, M., Paz, S., Pérez‑Sierra, A., & Olmos, A. (2024). Olive Leaf Mottling Virus: A New Member of the Genus Olivavirus. Plants, 13(16), 2290. https://doi.org/10.3390/plants13162290
Schroth, M. N., Osgood, J. W., & Miller, T. D. (1973). Quantitative assessment of the effect of the olive knot disease on olive yield and quality. Phytopathology, 63(7), 1064–1065. https://doi.org/10.1094/Phyto-63-1064
Saponari, M., Boscia, D., Altamura, G., Loconsole, G., Zicca, S., D’Attoma, G., Morelli, M., Palmisano, F., Saponari, A., Tavano, D., Savino, V. N., Dongiovanni, C. &Martelli, G. P. (2017). Isolation and pathogenicity of Xylella fastidiosa associated to the olive quick decline syndrome in southern Italy. Scientific Reports, 7, Article 17723. https://doi.org/10.1038/s41598-017-17957-z
Saponari, M., Boscia, D., Loconsole, G., Palmisano, F., Savino, V. N., Potere, O., & Martelli, G. P. (2014). New hosts of Xylella fastidiosa strain CoDiRO in Apulia. Journal of Plant Pathology, 96(3), 611–611. https://doi.org/10.4454/JPP.V96I3.008
Teviotdale, B. L., & Krueger, W. H. (2004). Olive knot. En D. G. Gilman & J. L. Caprile (Eds.), Olive Production Manual (pp. 109–111). University of California Agriculture and Natural Resources.
Trapero, A., & Blanco-López, M. A. (2008). Enfermedades. En Barranco, D., Fernández-Escobar, R., & Rallo, L. (Eds.), El cultivo del olivo (pp. 613–681). Junta de Andalucía & Mundi-Prensa. ISBN: 9788484762715
Tsror, L. (2011). Epidemiology and control of Verticillium wilt on olive. Israel Journal of Plant Sciences, 59(1), 59–69. https://doi.org/10.1560/IJPS.59.1.59
Viruega, J. R., Moral, J., Roca, L. F., Navarro, N., & Trapero, A. (2013). Spilocaea oleagina in olive groves of southern Spain: Survival, inoculum production, and dispersal. Plant Disease, 97(12), 1549–1556. https://doi.org/10.1094/PDIS-12-12-1206-RE
Wilson, E. E. (1935). The olive knot disease: Its inception, development, and control. Hilgardia, 9, 231–264. https://doi.org/10.3733/hilg.v09n05p231